Descrição: A murcha-de-Ralstonia causada pela bactéria Ralstonia solanacearum foi relatada pela primeira vez em eucalipto no início da década de 1980, em Lagoa da Prata -MG. Posteriormente, a doença foi constatada nos estados da Bahia, Pará, Espírito Santo, Maranhão, de Santa Catarina, Alagoas e Goiás. Atualmente, a murcha-de-Ralstonia constitui, potencialmente, uma das principais doenças da cultura, principalmente, em virtude de sua natureza sistêmica, dos danos causados, da alta variabilidade do patógeno e de características do patossistema que dificultam o seu controle. No sistema atual de produção de mudas clonais de eucalipto, a coleta intensiva de brotações para estaquia e a realização de podas drásticas em minicepas induzem a morte de raízes, o que resulta na sua debilitação fisiológica e, por consequência, favorece a infecção de R. solanacearum em cepas clonais. Em 2005, a murcha-de-Ralstonia provocou elevadas perdas em diversos viveiros clonais de eucalipto do Brasil, totalizando um prejuízo superior a US$ 27 milhões (aprox. R$ 86 milhões). Além das perdas em viveiro, o escurecimento do lenho reduz o rendimento de celulose. Sintomatologia: Em minijardim clonal, a doença caracteriza-se por necrose foliar, escurecimento anelar, parcial ou completo do lenho, murcha e morte de minicepas (Figura 3 A). Os sintomas na parte aérea são similares à morte gradual de minicepas submetidas a podas drásticas ou com sistema radicular malformado. Na fase de enraizamento, miniestacas infectadas podem apresentar arroxeamento das nervuras do limbo foliar e podridão (Figura 3 B). No campo, a doença caracteriza-se por bronzeamento, murcha, necrose foliar, desfolha basal ascendente, escurecimento interno do lenho e morte da planta, geralmente a partir do quarto mês após o plantio (Figura 3 C). Um dos principais sinais da doença é a exsudação macroscópica (Figura 3 D e E) ou microscópica (Figura 3 F) de pus bacteriano. Entretanto, recentemente, outra doença bacteriana, causada por Erwinia psidii tem apresentado sintomatologia similar à de Ralstonia solanacearum. Todavia, mediante o uso de técnicas sorológicas pelo teste de “Pocket”, específico para R. solanacearum, pode-se facilmente diferenciar as duas doenças (Figura 3 G). Plantações de eucalipto são mais suscetíveis à murcha-de-Ralstonia nos primeiros dois anos de idade. No passado, a incidência da doença no campo era observada principalmente nos plantios de eucalipto realizados em áreas recém desmatadas. Entretanto, com a mudança do sistema de produção de mudas, a doença tem sido observada independentemente do cultivo anterior, sendo em muitos casos disseminada via mudas contaminadas. A infecção com R. solanacearum pode ser latente de modo que a enfermidade somente se expresse sob condições de ambiente favoráveis e, ou em plantas debilitadas fisiologicamente, principalmente por afogamento de coleto e enovelamento radicular. Controle: Em viveiro, recomenda-se a eliminação de qualquer fonte de inóculo do patógeno. Em caso do estabelecimento da bactéria em solo no campo, a utilização de materiais resistentes é a única alternativa para o controle da doença, embora a maioria dos clones testados seja suscetível à doença.
Murcha-de-Ceratocystis Causada Pelo Fungo Ceratocystis fimbriata
Descrição: A murcha-de-Ceratocystis, causada pelo fungo Ceratocystis fimbriata Ellis & Halsted, representa atualmente uma das principais doenças da eucaliptocultura. Esse patógeno foi originalmente descrito como agente etiológico da podridão negra da batata doce (Ipomoea batatas) e, posteriormente, relatado como agente causal de doenças em diversas espécies de interesse agrícola e florestal. O primeiro relato da doença no Brasil ocorreu em Crotalaria juncea nas regiões de Campinas e do Tietê no Estado de São Paulo. Devido às expressivas perdas causadas por C. fimbriata, o eucalipto tem sido considerado como o principal hospedeiro do fungo no Brasil, sendo que o primeiro relato desta enfermidade data de 1997 em plantios de eucalipto no sudeste da Bahia. Além da Bahia, a murcha-de-Ceratocystis em eucalipto tem sido observada nos Estados de Minas Gerais, Espírito Santo, Maranhão, Mato Grosso do Sul e Alagoas, em plantios seminais ou clonais de espécies puras ou de híbridos interespecíficos. Recentes estudos baseados em marcadores moleculares e análises filogenéticas com diferentes isolados de C. fimbriata demonstraram a existência de alta variabilidade genética nas populações do fungo, o que pode dificultar o controle da doença, se a seleção para resistência não for realizada com isolados altamente agressivos e representativos das populações do patógeno. A doença reduz significativamente o crescimento da planta no campo e o rendimento de celulose de clones suscetíveis cultivados em regiões favoráveis à infecção. Sintomatologia: O patógeno progride no interior do lenho, com infecções iniciadas, geralmente, a partir das raízes, atingindo posteriormente o tronco, via parênquima medular e os valos xilemáticos, de onde, em diversas alturas, surgem estrias escuras (Figura 2). Essas progridem, pelo parênquima radial, matando uma porção de câmbio vascular, de floema e de feloderme. Posteriormente, observa-se o aparecimento de sintomas de cancro, “die-back”, murcha permanente e, morte da planta. Observações dos sintomas indicam que a maioria das infecções no campo ocorre via sistema radicular. Eventualmente as infecções podem ocorrer na parte aérea, por meio da utilização frequente de ferramentas de desrama, infestadas com estruturas infectivas do fungo e na colheita das árvores com motosserra, “feller” ou “harvester”. Controle: A existência de variabilidade genética inter e intraespecífica para a resistência à murcha-de-Ceratocystis faz com que a seleção de genótipos resistentes, por inoculação sob condições controladas, seja o melhor método de controle da doença. Entretanto, outras estratégias devem ser paralelamente empregadas como: i) fazer a colheita, bem como todos os tratos culturais, primeiramente em áreas livres da doença e, somente depois, nas áreas sabidamente contaminadas; ii) realizar a desinfestação de ferramentas e equipamentos após a utilização dos mesmos; iii) eliminar qualquer fonte de material propagativo infectado.
